Reattività termica dell’emicellulosa e della cellulosa nelle pareti cellulari del legno di cedro e di faggio

Reattività dell’emicellulosa e di altri saccaridi minori nelle pareti cellulari del legno

La figura 3 confronta le immagini di legni di faggio e di cedro giapponese trattati termicamentetrattati con il calore del legno di faggio giapponese e di cedro giapponese sottoposti a temperature di 220-380 °C (10 °C/min). Lo scolorimento del legno di faggio è iniziato a 240 °C, con il colore che cambiava in marrone e si scuriva ulteriormente all’aumentare della temperatura. Al contrario, lo scolorimento del legno di cedro è avvenuto a un intervallo di temperatura più alto di 320-340 °C. Quindi, in termini di decolorazione, il legno di faggio è più reattivo del legno di cedro. Questi risultati possono derivare dalla diversa reattività pirolitica dei componenti del legno, che sarà discussa nei paragrafi seguenti.

Immagini dell’aspetto di: a cedro giapponese e b faggio giapponese dopo essere stati sottoposti a pirolisi a varie temperature (10 °C/min, nessun periodo di mantenimento), sotto un flusso di azoto (100 mL/min)

I cambiamenti nel contenuto di zucchero idrolizzabile nei legni trattati a caldo sono mostrati in Fig. 4, concentrandosi su sei componenti di zucchero: arabinosio, glucosio, galattosio, mannosio, xilosio e 4-O-MeGlcA. Il contenuto di zucchero idrolizzabile è mostrato come la percentuale di zucchero recuperato rispetto alla resa del legno non trattato (normalizzato al 100%). Gli zuccheri diversi dal glucosio sono stati determinati come i corrispondenti glicosidi metilici ottenuti dalla metanolisi acida a causa dell’instabilità degli zuccheri derivati dall’emicellulosa e dalla pectina quando sottoposti a condizioni di idrolisi più severe che idrolizzano la cellulosa cristallina stabile.

La tabella 1 mostra le composizioni degli zuccheri determinate da legno di cedro e faggio non trattato. Le origini di questi zuccheri dovrebbero essere discusse, sulla base della letteratura, prima di confrontare i risultati della pirolisi. Una quantità significativa di glucosio proviene dalla cellulosa, tuttavia, il glucosio è anche il costituente del glucomannano. I diversi contenuti di xilosio e mannosio nei legni di cedro e faggio si spiegano con la ben nota differenza di composizione dell’emicellulosa nel legno duro e nel legno dolce: xilano e tracce di glucomannano nel legno duro, mentre il legno dolce comprende tipicamente glucomannano in quantità maggiori e xilano in quantità minori. Quindi, i cambiamenti nelle rese di mannosio e xilosio indicano direttamente la degradazione del glucomannano e dello xilano, rispettivamente, durante la pirolisi del legno. La diminuzione del recupero del glucosio è legata alla degradazione della cellulosa nel faggio, tuttavia, il contributo della degradazione del glucomannano deve essere considerato per il cedro.

Il xilano in entrambi i legni di cedro e faggio contiene 4-O-MeGlcA come componente zuccherino acido che dovrebbe agire come un catalizzatore acido e base (come uronato di metallo), indicando che questa unità può accelerare la degradazione dei componenti della parete cellulare del legno. L’efficacia di questo effetto di accelerazione nelle pareti cellulari è particolarmente discussa nel presente documento. Tipicamente, il contenuto di 4-O-MeGlcA è maggiore nel legno duro che nel legno dolce, come riconosciuto per il faggio (20 g/kg) e il cedro (9 g/kg), Tabella 1.

Le origini dell’arabinosio e del galattosio sono più complesse. L’arabinosio è un componente dello xilano del legno dolce, ma non dello xilano del legno duro. Tuttavia, il galattosio è attaccato alla catena dei glucomannani di entrambi i tipi di legno. Per questi zuccheri minori, il contenuto di pectina nella parete cellulare primaria, che contiene arabinosio e galattosio come zuccheri primari, non può essere ignorato. Di conseguenza, la comprensione della degradazione pirolitica delle unità di arabinosio e galattosio è difficile rispetto ai componenti del legno.

In Fig. 4, la degradazione delle unità di glucosio è osservata nella regione di temperatura più alta per entrambi i legni, che è coerente con la degradazione della cellulosa altamente stabile. Al contrario, l’intervallo di temperatura in cui le unità di xilosio e mannosio degradano è diverso; le unità di xilosio e mannosio degradano a temperature simili per il cedro, tuttavia, nella pirolisi del legno di faggio, le unità di mannosio degradano a temperature significativamente più basse dello xilosio. Si osserva che le unità di xilosio in entrambi i legni si degradano a temperature simili, dove anche le unità di mannosio nel cedro si degradano. Di conseguenza, si suggerisce che le emicellulose nelle pareti cellulari di entrambe le specie di legno abbiano una reattività simile, ad eccezione del glucomannano nel legno di faggio che è più reattivo di altre emicellulose.

La reattività pirolitica delle unità di zucchero nelle emicellulose nei boschi di cedro e faggio, come mostrato in Fig. 4, viene confrontata con quelle dello xilano isolato e del glucomannano in Fig. 5, per chiarire l’influenza della matrice della parete cellulare. I risultati delle emicellulose isolate sono mostrati in linee tratteggiate. Lo xilano commerciale del legno di faggio, dove la maggior parte delle società di acido uronico esistono come sali di Na, è stato utilizzato insieme al campione demineralizzato (carbossile libero) come xilani isolati, e le loro reattività pirolitiche sono state valutate con una procedura simile utilizzata nel presente studio. Sulla base dei dati di analisi di dieci specie di conifere e latifoglie nel nostro precedente articolo, la maggior parte dei gruppi carbossilici liberi 4-O-MeGlcA nello xilano formerebbe i sali con cationi metallici alcalini e alcalino-terrosi, anche se alcuni sono coinvolti nella formazione di legami esteri con la lignina come discusso in seguito.

Influenza della temperatura di pirolisi sui tassi di recupero per: a xilosio, b 4-O-MeGlcA, c mannosio, d arabinosio ed e galattosio nei boschi di faggio giapponese (cerchio nero) e cedro giapponese (cerchio bianco), confrontati con xilano isolato (triangolo bianco puntato verso l’alto: sale Na+, triangolo nero: carbossile libero) e glucomannano isolato (x). Condizioni di pirolisi: velocità di riscaldamento (10 °C/min)/flusso di azoto (100 mL/min)/nessun periodo di mantenimento

Il glucomannano è stato isolato dal legno di cedro giapponese secondo una procedura precedentemente riportata che include l’estrazione dei residui ottenuti dalla pre-estrazione dello xilano dall’olocellulosa (legno delignificato) usando una soluzione acquosa di idrossido di sodio (24%) e acido borico (5%). Tuttavia, quella procedura ha concluso che il contaminante acido borico non poteva essere rimosso dal glucomannano isolato anche quando si usavano le resine. Per questi motivi, il glucomannano konjac è stato usato come il glucomannano isolato qui.

La temperatura di degradazione delle unità di xilosio in entrambi i legni si è spostata a temperature più alte rispetto agli xilani isolati, suggerendo che lo xilano nelle pareti cellulari di entrambi i legni è significativamente stabilizzato. Inoltre, la reattività è stata osservata essere simile al glucomannano nel legno di cedro, come descritto sopra. Anche le unità 4-O-MeGlcA sono stabilizzate nei legni, tuttavia, la stabilità osservata è diversa per il cedro e il faggio. Questi risultati indicano che le unità 4-O-MeGlcA attaccate alla catena dello xilano sono limitate nelle pareti cellulari del legno, dove il 4-O-MeGlcA non riesce a funzionare correttamente come catalizzatore acido e base per la degradazione dello xilano. Questi risultati forniranno nuove informazioni ai gruppi di ricerca nel campo della pirolisi del legno, perché attualmente si ritiene che lo xilano sia più reattivo del glucomannano nella pirolisi del legno.

La reattività delle unità di mannosio mostra la tendenza opposta per i legni di cedro e di faggio; le unità di mannosio nel legno di cedro si degradano a temperature leggermente più alte del glucomannano di konjac, mentre le unità di mannosio nel legno di faggio si degradano a temperature significativamente più basse, sebbene il contenuto di glucomannano sia relativamente basso nel faggio. Questi risultati suggeriscono che l’ambiente in cui il glucomannano esiste è diverso nella matrice della parete cellulare del legno di cedro e di faggio. Una possibile spiegazione della maggiore reattività del glucomannano del legno di faggio è che i gruppi 4-O-MeGlcA agiscono come catalizzatori acido/base nelle vicinanze del glucomannano nella parete cellulare del legno di faggio, come discusso più avanti.

Le unità di arabinosio e galattosio nel legno di faggio si degradano a temperature più basse di quelle del legno di cedro. La maggiore reattività delle unità di galattosio nel faggio può essere spiegata dalla reattività del glucomannano, che era maggiore nel faggio che nel cedro, perché il galattosio è il componente minore del glucomannano in entrambi i legni. Tuttavia, il contributo della pectina deve essere considerato per la reattività di queste unità di zucchero minori. Lo scolorimento del legno di faggio iniziato ad una temperatura inferiore di 240 °C, rispetto al legno di cedro (Fig. 3), può essere legato alla maggiore reattività delle unità di arabinosio e galattosio insieme al glucomannano.

Reattività della cellulosa e assegnazione delle curve TG/DTG

La figura 6 illustra i profili TG/DTG misurati per i legni di faggio e di cedro alla stessa velocità di riscaldamento (10 °C/min), utilizzata per gli esperimenti di pirolisi di cui sopra, insieme al comportamento di degradazione della cellulosa e delle emicellulose, espresse come wt% in base al contenuto nel legno, che sono state approssimativamente stimate dalle rese di zuccheri idrolizzabili. I contenuti di xilano e glucomannano nei legni pirolizzati sono stati calcolati moltiplicando il rispettivo contenuto nel legno originale per il tasso di recupero del metil xiloside e del metil mannoside ottenuti rispettivamente dalla metanolisi. Il contenuto di cellulosa è stato determinato dalla resa di glucosio ottenuta dall’idrolisi sottraendo la resa del glucomannano, assumendo che la reattività delle unità di glucosio e mannosio nel glucomannano sia simile. Anche se le curve TG/DTG appaiono a temperature leggermente più alte rispetto alla degradazione dei polisaccaridi del legno, il confronto dei dati è utile per l’assegnazione delle curve TG/DTG.

Profili termogravimetrici (TG)/derivati TG che mostrano il recupero di cellulosa, xilano e glucomannano da: a cedro giapponese e b faggio giapponese (solo il glucosio originato dalla cellulosa è stato contato per determinare la resa del glucosio)

Nella curva DTG del faggio si osserva chiaramente una spalla insieme a un picco, mentre la curva DTG del cedro mostra solo un ampio picco. Tale differenza è stata precedentemente ritenuta originata dalla maggiore reattività dello xilano che è più abbondante nel legno duro. La presente indagine, tuttavia, chiarisce che il glucomannano nel faggio è significativamente più reattivo dello xilano, il che suggerisce che la spalla nella curva DTG del faggio non è legata alla reattività dell’emicellulosa.

Contrariamente a ciò, il comportamento di degradazione della cellulosa è diverso per il legno di cedro e di faggio. La cellulosa nel faggio è stabile fino a ~ 320 °C, dove lo xilano e il glucomannano quasi si degradano. Quindi, la degradazione termica della cellulosa avviene indipendentemente dalla degradazione dell’emicellulosa nella parete cellulare del faggio. Al contrario, la cellulosa nel legno di cedro si degrada tipicamente insieme alla degradazione di xilano e glucomannano. Di conseguenza, come indicato in Fig. 6, la sovrapposizione degli intervalli di temperatura per la degradazione della cellulosa e delle emicellulose del cedro porta ad un unico ampio picco DTG.

Influenza dell’ultrastruttura della parete cellulare

L’esterificazione con la lignina può spiegare parzialmente l’inefficace attività catalitica del 4-O-MeGlcA nella parete cellulare del legno. Tre tipi di legami lignina-carboidrati complessi (LCC), Cγ-estere con 4-O-MeGlcA, etere benzilico e glicoside fenilico, Fig. 7, sono riportati nelle pareti cellulari di legno dolce e duro. Questa formazione di estere rende una parte delle società 4-O-MeGlcA inattive come catalizzatori acido/base per le emicellulose e la cellulosa. Anche se il tasso di esterificazione non è attualmente chiaro, si suggerisce che le moieties 4-O-MeGlcA libere esistano nella parete cellulare del legno in base alla capacità di scambio cationico e alla distribuzione dei cationi metallici alcalini e alcalino-terrosi all’interno delle pareti cellulari. Di conseguenza, alcune delle società 4-O-MeGlcA nella parete cellulare sono inefficaci, anche senza la formazione di legami esteri con la lignina.

Tre tipi di legami complessi lignina-carboidrati

Gruppi acetilici sono attaccati allo xilano nel faggio e al glucomannano nel cedro, anche se le emicellulose isolate nella Fig. 5 non contengono gruppi acetilici. Tali gruppi acetilici possono influenzare la reattività dello xilano e del glucomannano nelle pareti cellulari del legno. Tuttavia, questo non sarebbe importante perché gli xilani in entrambi i legni hanno mostrato reattività simili.

Xylan e glucomannano sono normalmente coinvolti nella formazione di legami LCC con la lignina, indicando che l’emicellulosa e la lignina esistono in prossimità della formazione di legami chimici. Queste strutture nella matrice della parete cellulare del legno possono limitare la mobilità delle società 4-O-MeGlcA, anche se questa ipotesi deve essere confermata da ulteriori indagini sulla matrice della parete cellulare del legno e sulla reattività pirolitica. La maggiore reattività del glucomannano nel legno di faggio può essere spiegata da questa ipotesi; il glucomannano esiste nelle vicinanze del 4-O-MeGlcA nella parete cellulare del legno di faggio, mentre un attacco della catena principale di xilosio nello xilano da parte del 4-O-MeGlcA non è possibile. Questi risultati saranno di notevole interesse per gli anatomisti del legno, così come per i ricercatori nel campo della pirolisi.

La reattività pirolitica della cellulosa è intrinsecamente determinata dalla natura cristallina. Le molecole che compongono i nano-cristalliti (decine di nm in sezione trasversale) sono stabili, e quindi, la degradazione termica è avviata dalle molecole di superficie. Prima della decomposizione, c’è un “periodo di induzione” che si osserva per attivare la cellulosa, che ha portato al concetto di formazione di “cellulosa attiva”. Il ruolo dell’estremità riducente durante l’attivazione della cellulosa per lo scolorimento termico e il comportamento di perdita di peso è anche suggerito. Quindi, la superficie dei cristalliti di cellulosa e l’interfaccia matrice emicellulosa-lignina giocano un ruolo importante nel determinare la reattività della cellulosa, come illustrato in Fig. 8, che è suggerito essere diverso per i legni di cedro e faggio. La degradazione dell’emicellulosa può attivare le molecole di superficie della cellulosa del cedro, tuttavia questo non si osserva per il faggio.

Ruolo della matrice emicellulosa-lignina e dell’interfaccia superficiale delle microfibrille di cellulosa per la reattività della cellulosa durante la pirolisi, che dovrebbe essere diverso per il cedro giapponese e il faggio giapponese

L’assemblaggio della cellulosa e delle emicellulose nelle pareti cellulari del legno ha ricevuto un’attenzione significativa nel campo dell’anatomia del legno, e diverse disposizioni sono proposte per le pareti cellulari del legno dolce e del legno duro, come illustrato in Fig. 9. È stato riportato un forte legame del glucomannano alla cellulosa nelle pareti cellulari delle conifere. Basandosi sui risultati dell’analisi meccanica dinamica con la spettrometria FT-IR, Åkerholm e Salmén hanno riportato la stretta connessione tra cellulosa e glucomannano nelle fibre di legno di abete rosso (Picea abies), sebbene lo xilano non abbia mostrato alcuna interazione meccanica con la cellulosa. Kumagai e Endo hanno utilizzato una microbilancia a cristallo di quarzo per studiare l’azione della cellulasi durante l’idrolisi enzimatica di nanofibre di lignocellulosa preparate dal cedro giapponese (un legno dolce) e dall’eucalipto (un legno duro). Il rapporto ha concluso che la cellulosa è coperta dal glucomannano nel cedro giapponese, perché la rimozione del glucomannano dal trattamento con mannanasi era necessaria perché la cellulasi si legasse alla cellulosa. Si ritiene che lo xilano e la lignina esistano tra la cellulosa ricoperta di glucomannano nel legno dolce (Fig. 9a) .

Vista schematica delle disposizioni proposte per le pareti cellulari di cellulosa, emicellulosa e lignina per il legno tenero e il legno duro

Conversamente, nel caso delle pareti cellulari del legno duro, Dammström ha riportato i dati dell’analisi dinamica FT-IR di aspen (Populus tremula), suggerendo che lo xilano è fortemente associato alla cellulosa, invece del glucomannano nel caso del legno dolce. L’associazione dello xilano alla cellulosa è anche usata per spiegare la matrice elicoidale delle microfibrille di cellulosa; le società 4-O-MeGlcA caricate negativamente nello xilano attaccate alla superficie delle microfibrille di cellulosa aiutano a mantenere lo spazio tra le microfibrille producendo una mesofase colesterica. Tuttavia, c’è stata una controversia perché lo xilano in soluzione forma una triplice conformazione elicoidale a vite, ostacolando la combinazione dello xilano con la cellulosa che ha una duplice conformazione. Simmons et al. hanno riportato chiare prove del legame dello xilano alla cellulosa tramite NMR allo stato solido; lo xilano che esibisce una triplice vite elicoidale in soluzione si appiattisce in una doppia vite elicoidale per legarsi intimamente alla cellulosa. Queste osservazioni sono anche supportate da calcoli teorici. Queste linee di informazioni indicano che lo xilano si lega alle microfibrille di cellulosa invece del glucomannano nelle pareti cellulari dei legni duri, come mostrato in Fig. 9b.

La reattività della cellulosa dei legni di cedro e faggio può essere influenzata in modo diverso dalla variazione dell’assemblaggio, anche se l’elucidazione dei meccanismi dettagliati fino ad ora non è pienamente compresa. Quindi, sono necessarie ulteriori informazioni sull’anatomia del legno.