Dégradation associée au réticulum endoplasmique (ERAD)

2.1 Processus de repliement des protéines et reconnaissance des protéines mal repliées

Environ 30% des protéines totales et toutes les protéines transmembranaires de la cellule sont synthétisées dans le RE, qui agit comme un portail d’entrée dans la voie sécrétoire via le canal Sec61 . Lors de sa translocation, la séquence signal hydrophobe N-terminale de la protéine nouvellement synthétisée est clivée par un complexe peptidase. Les modifications co- et post-traductionnelles telles que la formation de liaisons disulfure, les étapes initiales de la N-glycosylation et l’ancrage du glycophosphatidylinositol (GPI) ont lieu dans le RE.

L’environnement oxydant du RE aide à la formation de liaisons disulfure, ce qui stabilise la structure tertiaire des protéines et facilite leur assemblage. Au cours du processus de repliement, les liaisons disulfure sont formées par l’oxydation des paires de thiols libres sur les résidus de cystéine par les protéines disulfure isomérases (PDI). Les PDI agissent comme des cycles, et après l’oxydation initiale, les liaisons disulfure sont parfois isomérisées par la PDI et ERp57, qui est une thiol oxydoréductase, afin de stabiliser le repliement correct de la protéine . A l’inverse, la réduction des liaisons disulfures des protéines mal repliées est nécessaire pour l’étape de rétrotranslocation de l’ERAD. En effet, la PDI permet la rétrotranslocation du virus simien 40 (SV-40) et de la toxine du choléra. ERdj5, une oxydoréductase du RE, réduit les liaisons disulfures et interagit avec EDEM (ER-degradation enhancing mannosidase-like protein) et accélère également l’étape de rétrotranslocation de SV-40 . ERDJ5 régule également la dégradation de la variante de l’α1-antitrypsine causant la maladie (Hong Kong nul) .

Le repliement est aidé par des chaperons moléculaires guidant contre le mauvais repliement et le dépliage. Les glycans chaperones se lient aux N-glycanes jouant un rôle crucial dans le repliement et la dégradation des protéines. Il est évident que la N-glycosylation, le contrôle de la qualité du repliement des protéines et le ERAD sont fonctionnellement liés. Après avoir pénétré dans le RE, une grande majorité des chaînes polypeptidiques nouvellement synthétisées sont N-glycosylées. L’enzyme oligosaccharyltransférase reconnaît la séquence consensus Asn-X-Ser/Thr dans la plus grande partie de la molécule de protéine naissante et intègre de manière covalente à la protéine des groupes glycaniques centraux à haute teneur en mannose (Glc3Man9GlcNAc2) provenant du dolichol localisé sur la membrane du RE. En raison de la très courte demi-vie de la forme triglycosylée de l’oligosaccharide lié à la protéine, la transformation du glycan commence immédiatement après le transfert des groupes glycaniques précurseurs par les enzymes glucosidases. Après le clivage de deux des trois résidus de glucose, la protéine naissante peut interagir avec des lectines de contrôle de la qualité comme CNX et CLR. Cette interaction est préservée jusqu’au clivage du résidu de glucose restant. Après avoir libéré la glycoprotéine du cycle CNX/CLR, le glucose final est également coupé, créant un substrat non glycosylé. Cela compromet l’interaction du substrat avec les chaperons de la lectine. À ce stade, si la protéine est correctement repliée, elle peut quitter le RE pour sa destination finale. Cependant, si la glycoprotéine est encore dépliée, elle est retenue dans le RE et reglucosylée par l’UDP-glucose:glycoprotéine glucosyltransférase et rebondit avec CNX et CLR, ce qui donne à la protéine plus de temps pour se plier correctement. On ne comprend pas encore les mécanismes impliqués dans la fin des cycles de reglycosylation/déglycosylation. Cependant, il est clair que, si la chaîne polypeptidique ne peut atteindre sa forme mature après des tentatives répétées de repliement, les résidus de mannose terminaux de la chaîne de glycanes centrale sont progressivement éliminés par l’α1,2-mannosidase I de l’ER (ERMan1). L’ERMan1 produit l’isomère Man8GlcNAc2 en éliminant un résidu de mannose de la branche centrale des N-glycanes. Par cet élagage, les glycoprotéines deviennent des substrats plus pauvres pour la reglycosylation et la sortie du cycle CNX .

Les patchs hydrophobes des protéines correctement repliées sont généralement enfouis à l’intérieur des protéines solubles. Cependant, ces plages pourraient être exposées dans les protéines mal repliées. Si une protéine a des surfaces hydrophobes exposées, BiP se lie à elle afin de cacher ces surfaces sujettes à l’agrégation pour les tentatives de repliement correctes en empêchant l’agrégation. Cependant, si le repliement ne réussit pas ou est retardé, l’interaction étendue chaperon-protéine mal repliée sert à un processus sophistiqué où la protéine est transférée à d’autres chaperons et/ou au processus ERAD .

Il est bien admis que la première étape de l’ERAD est la sélection des protéines mal repliées par les chaperons. Dès 1999, il a été constaté que les substrats de l’ERAD de la levure différaient de manière frappante dans leur besoin de la Hsp70 luminale du RE, BiP . La dégradation de substrats solubles tels que pαF et une forme mutante de la protéase vacuolaire carboxypeptidase Y* (CPY*) dépendait de BiP, tandis que la dégradation des protéines transmembranaires Pdr5*p, Ste6-166p, Sec61-2p et Hmg2p se produisait de manière indépendante de BiP. En 2004, il a été montré que les substrats avec un domaine cytosolique tel que Ste6-166p étaient dégradés de manière indépendante de BiP, alors que les protéines avec des défauts luminaux nécessitaient BiP, suggérant que selon la topologie de la lésion mal repliée (lumière du RE, membrane du RE et cytoplasme) les chaperons cytosoliques ou luminaux fonctionnent dans la reconnaissance et le ciblage pour la dégradation .

Il est possible d’étudier la reconnaissance du substrat pendant le ERAD en utilisant des protéines mal repliées modèles. Il est clair que la démannosylation est requise pour la dégradation des glycoprotéines mal repliées puisque l’inhibition de ce détournement du mannose stabilise les glycoprotéines mal repliées dans le RE . La surexpression d’ERMan1 accélère la dégradation des protéines N-glycosylées. Après cet ajustement, la glycoprotéine contenant du Man8-GlcNAc2 devient un substrat pour EDEM1 (ER-degradation enhancing mannosidase-like protein 1, Htm1p chez la levure) – une lectine liée à la mannosidase dans le RE. Il a également été proposé que les glycoprotéines mal repliées interagissent avec ERManI et EDEM1 pour leur ERAD, et l’interaction lectine-glucide s’est avérée cruciale pour la reconnaissance du substrat EDEM. Bien qu’il ait été suggéré que ERMan1 soit un temporisateur biologique initiant la DER des protéines mal repliées, des études récentes ont révélé que les mannosidases ne sont pas les seules responsables de la démannosylation intensive pendant la DER, en particulier dans des conditions non basales. Dans des conditions de stress ER (unfolded protein response active), l’élévation transcriptionnelle d’EDEM1 améliore l’efficacité de l’ERAD en supprimant la dérégulation protéolytique d’ERMan1 . Il est apparu que les EDEM jouent également un rôle important dans la démannosylation des substrats . EDEM1 empêche également la reglycosylation et favorise la rétrotranslocation et la dégradation de certains substrats ERAD . D’autre part, alors que le domaine d’homologie de la mannosidase (MHD) de la Htm1p est nécessaire pour la liaison du substrat, l’EDEM1 des mammifères lie les protéines mal repliées indépendamment du domaine MHD, et par conséquent, la liaison du substrat de l’EDEM1 peut ne pas nécessiter l’élimination du mannose ou même la glycosylation. Ainsi, en plus des fragments d’oligosaccharides N-liés des glycoprotéines, EDEM1 peut reconnaître les lésions de repliement des protéines mal repliées. En résumé, les EDEMs sont directement ou indirectement impliqués dans la démannosylation des glycoprotéines et/ou servent de récepteurs qui se lient et ciblent les protéines trimées en mannose pour l’ERAD (Figure 1).

La troncature du mannose terminal de la branche C expose les résidus α terminaux α1,6 liés au mannose fonctionnant comme un signal de reconnaissance pour les lectines de l’ERAD telles que OS9 (Yos9 chez la levure) et XTP3-B (Figure 2). Grâce à leur domaine d’homologie du récepteur du mannose-6-phosphate (MRH), les deux protéines reconnaissent principalement le mannose lié à l’α1,6 j. En outre, OS-9 reconnaît également le mannose lié à l’α1,6 e et c .

Plusieurs rapports suggèrent que les facteurs (EDEMs, OS9 et XTP3-B) nécessaires à la reconnaissance et au ciblage du substrat résident dans des complexes supramoléculaires et/ou interagissent avec d’importants régulateurs de l’ERAD . Par exemple, EDEM1 interagit avec CNX, reçoit des substrats du cycle CNX et facilite la dégradation des substrats ERAD tels que le mutant NHK-α1-antitrypsine . EDEM1 s’associe également avec les composants de la machinerie de rétrotranslocation du RE. Il est suggéré que EDEM1 se lie aux protéines mal repliées et utilise son domaine MHD pour cibler les protéines aberrantes vers la glycoprotéine SEL1L, résidant dans le RE, du complexe ubiquitine ligase Hrd1-SEL1L. SEL1L échafaude plusieurs facteurs de reconnaissance du substrat luminal et les lie à Hrd1. OS9 et XTP3-B s’associent également au complexe Hrd1-SEL1L, qui comprend également BiP et GRP94 . En outre, il est proposé que XTP3-B relie BiP au complexe Hrd1 . Selon une hypothèse, ces trois chaperons (EDEM1, OS9 et XTP3-B) fonctionnent comme des oligomères, où un monomère interagit avec le substrat et un autre avec le complexe Hrd1-SEL1L . En outre, EDEM1 interagit également avec Derlins, une protéine transmembranaire, qui est un candidat pour le translocon ; de plus, Derlin2 est montré pour améliorer l’interaction d’EDEM1 avec une AAA-ATPase cytosolique p97, qui couple l’hydrolyse de l’ATP à la rétrotranslocation des protéines mal repliées .

Il est clair que l’étape de reconnaissance du substrat de l’ERAD est un mécanisme compliqué, dans lequel plusieurs enzymes et chaperons différents ayant des rôles distincts mais concertés dans l’ERAD sont impliqués. De plus, en fonction des substrats, le nombre et les caractéristiques des protéines impliquées varient. Par exemple, les rôles concertés d’EDEM, ERdj5 et BiP dans la dégradation des protéines mal repliées ont été suggérés. Après la sortie du cycle CNX-CLR, EDEM1 réduit encore la structure du glycan Man8-GlcNAc2 et ERdj5 réduit les liaisons disulfates. De façon concomitante, ERdj5 active l’activité ATPase de BiP. BiP liée à l’ADP se lie à la protéine mal repliée et la maintient sous une forme de composant de rétrotranslocation jusqu’à ce qu’elle soit transférée au complexe de rétrotranslocation .

ERAD est également impliqué dans le contrôle de qualité des protéines non glycosylées, qui est indépendant des protéines de type lectine. La chaîne légère d’immunoglobuline (Ig-K-LC), un substrat ERAD non glycosylé, est dégradée de manière BiP-dépendante. Okuda-Shimizu et Hendershot ont caractérisé une voie ERAD pour ce substrat BiP non glycosylé et différentes dynamiques d’interaction entre protéines semblent jouer un rôle dans ce processus. L’Ig-K-LC possède deux liaisons disulfure intramoléculaires, et sa forme entièrement oxydée n’a pas la capacité de passer du RE au cytoplasme. BiP interagit avec la forme partiellement oxydée de l’Ig, empêchant l’oxydation complète de l’Ig-K-LC et facilitant ainsi sa libération du RE. De plus, une protéine transmembranaire contenant le domaine UBL, la protéine homoCys-responsive ER-resident protein (HERP), a été impliquée comme récepteur des substrats non glycosylés de BiP. HERP interagit avec Derlin1, et l’Ig-K-LC partiellement oxydée est transférée de BiP au complexe HERP-Derlin1-Hrd1, puis dirigée vers la dégradation protéasomique. Outre BiP, ERdj5, en tant que disulfure réductase, joue également un rôle important dans l’ERAD des protéines non glycosylées. Les substrats non glycosylés capturés par BiP sont transférés à ERdj5 pour le clivage des liaisons disulfure. Ensuite, ces substrats sont transférés à SEL1L par l’intermédiaire de BiP pour la rétrotranslocation. En plus de BiP, OS9 et XTP3-B ont été impliqués dans l’ERAD des protéines non-glycosylées.